Ulyanovsk Medico-biological Journal

BIOLOGICAL SCIENCES

Download article

DOI 10.34014/2227-1848-2026-1-122-133

PHOTODYNAMIC EFFECT OF 450 NM LASER RADIATION COMBINED WITH RIBOFLAVIN MONONUCLEOTIDE ON ION HOMEOSTASIS AND CELL DEATH OF B16F10 MELANOMA CELLS IN VITRO

A.K. Gil'mutdinova, E.V. Yurova, A.V. Khokhlova, D.E. Sugak, Yu.V. Saenko

Ulyanovsk State University, Ulyanovsk, Russia

 

Cutaneous melanoma is one of the most aggressive malignant neoplasms, characterized by high metastatic potential and resistance to chemotherapy and radiotherapy. Photodynamic therapy (PDT) is considered an effective local treatment for superficial melanoma due to its ability to induce selective cell death with minimal damage to surrounding tissue. Recently, riboflavin has been increasingly considered as a potential photosensitizer for PDT, due to its natural origin and low toxicity.

The aim of the study is to evaluate the effect of 450 nm laser radiation, riboflavin, and their concomitant use on the intracellular concentration of sodium, potassium, and calcium ions, as well as on cell death in the B16F10 melanoma cell culture.

Materials and Methods. B16F10 melanoma cells were incubated with riboflavin and exposed to laser radiation (450 nm, 4.2 J/cm2). Intracellular concentrations of sodium, potassium, and calcium ions, as well as apoptosis and necrosis levels, were assessed using fluorescence microscopy with ion-selective dyes, Yo-PRO, and propidium iodide. Quantitative analysis was performed based on corrected total cell fluorescence.

Results. Laser radiation and riboflavin, when administered independenty, induced moderate changes in ion homeostasis and cell death markers. Combined photodynamic therapy resulted in a pronounced disruption of ionic balance, characterized by increased intracellular Na+ and Ca2+ concentrations and a decrease in K+ levels. Furthermore, a significant increase in fluorescent markers for apoptosis and necrosis was obsered, especially 3 hours after exposure.

Key words: photodynamic therapy, melanoma, laser radiation, apoptosis, necrosis, reactive oxygen species, ion homeostasis, potassium, sodium, calcium.

 

The work was supported by the Ministry of Science and Higher Education of the Russian Federation (project No. FEUF-2025-0001 (125041105147-5)).

Conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.

Author contributions

Research concept and design: Saenko Yu.V., Gil'mutdinova A.K.

Participation in the study, data processing: Gil'mutdinova A.K., Yurova E.V., Khokhlova A.V., Sugak D.E.

Statistical data processing: Gil'mutdinova A.K., Yurova E.V.

Data analysis and interpretation: Gil'mutdinova A.K.

Text writing and editing: Gil'mutdinova A.K., Saenko Yu.V.

 

References

  1. Schadendorf D., van Akkooi A.C.J., Berking C., Griewank K.G., Gutzmer R., Hauschild A., Stang A., Roesch A., Ugurel S. Melanoma. Lancet. 2018; 392 (10151): 971–984.

  2. Dolmans D.E., Fukumura D., Jain R.K. Photodynamic therapy for cancer. Nat Rev Cancer. 2003; 3 (5): 380–387.

  3. Agostinis P., Berg K., Cengel K.A., Foster T.H., Girotti A.W., Gollnick S.O., Hahn S.M., Hamblin M.R., Juzeniene A., Kessel D., Korbelik M., Moan J., Mroz P., Nowis D., Piette J., Wilson B.C., Golab J. Photodynamic therapy of cancer: an update. CA Cancer J Clin. 2011; 61 (4): 250–281.

  4. Insińska-Rak M., Sikorski M., Wolnicka-Glubisz A. Riboflavin and its derivatives as potential photosensitizers. Cells. 2023; 12 (18): 2304.

  5. Abdelwahab S.F., Hassan M.A. Riboflavin-mediated phototoxicity in melanoma: Mechanisms and applications. Photodiagnosis Photodyn Ther. 2015; 12 (2): 239–245.

  6. Akasov R.A., Sholina N.V., Khochenkov D.A., Alova A.V., Gorelkin P.V., Erofeev A.S., Generalova A.N., Khaydukov E.V. Photodynamic therapy of melanoma by blue-light photoactivation of flavin mononucleotide. Sci Rep. 2019; 9 (1): 9679.

  7. Becker A., Sauer M., Hagen R., Ernst H. Blue light inhibits proliferation of melanoma cells. Proc. SPIE 9695. Mechanisms and Techniques in Photodynamic Therapy and Photobiomodulation XXV. 2016; 9695: 96950.

  8. Nishio T., Kishi R., Sato K., Sato K. Blue light exposure enhances oxidative stress, causes DNA damage, and induces apoptosis signaling in B16F1 melanoma cells. Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen. 2022; 883-884: 503562. 

  9. Bortner C.D., Cidlowski J.A. Ion channels and apoptosis in cancer. Biochim Biophys Acta. 2014; 1843 (10): 2496–2506.

  10. Orrenius S., Zhivotovsky B., Nicotera P. Regulation of cell death: the calcium-apoptosis link. Nat Rev Mol Cell Biol. 2003; 4 (7): 552–565.

  11. Szewczyk A. Mitochondrial ion channels and cancer cell death. J Bioenerg Biomembr. 2010; 42 (2): 165–172.

  12. Vanden Berghe T., Vanlangenakker N., Parthoens E., Deckers W., Devos M., Festjens N., Guerin C.J., Brunk U.T., Declercq W., Vandenabeele P. Necroptosis, necrosis and secondary necrosis converge on similar cellular disintegration features. Cell Death Differ. 2010; 17 (6): 922–930.

  13. Sparsa A., Faucher K., Sol V., Durox H., Boulinguez S., Doffoel-Hantz V., Calliste C.A., Cook-Moreau J., Krausz P., Sturtz F.G., Bedane C., Jauberteau-Marchan M.O., Ratinaud M.H., Bonnetblanc J.M. Blue light is phototoxic for B16F10 murine melanoma and bovine endothelial cell lines by direct cytocidal effect. Anticancer Res. 2010; 30 (1): 143–147.

  14. Insińska-Rak M., Sikorski M., Wolnicka-Glubisz A. Riboflavin and its derivatives as potential photosensitizers. Cells. 2023; 12 (18): 2304.

  15. Sato K., Minai Y., Watanabe H. Effect of monochromatic visible light on intracellular superoxide anion production and mitochondrial membrane potential of B16F1 and B16F10 murine melanoma cells. Cell Biol Int. 2013; 37 (6): 633–637.

  16. Hockberger P.E., Skimina T.A., Centonze V.E., Lavin C., Chu S., Dadras S., Reddy J.K., White J.G. Activation of flavin-containing oxidases underlies light-induced production of H2O2 in mammalian cells. Proc Natl Acad Sci USA. 1999; 96 (11): 6255–6260.

  17. Purbhoo-Makan M., Houreld N.N., Enwemeka C.S. The Effects of Blue Light on Human Fibroblasts and Diabetic Wound Healing. Life (Basel). 2022; 12 (9): 1431.

  18. Orrenius S., Zhivotovsky B., Nicotera P. Regulation of cell death: the calcium–apoptosis link. Nat Rev Mol Cell Biol. 2003; 4 (7): 552–565.

  19. Stark G. Functional consequences of oxidative membrane damage. J Membr Biol. 2005; 205 (1): 1–16.

  20. Oh P.S., Na K.S., Hwang H., Jeong H.S., Lim S., Sohn M.H.., Jeong HJ. Effect of blue light emitting diodes on melanoma cells: involvement of apoptotic signaling. J Photochem Photobiol B. 2015; 142: 197–203.

  21. Chen Z., Li W., Hu X., Liu M. Irradiance plays a significant role in photobiomodulation of B16F10 melanoma cells by increasing reactive oxygen species and inhibiting mitochondrial function. Biomed Opt Express. 2019; 11 (1): 27–39.

  22. Zorov D.B., Filburn C.R., Klotz L.O., Zweier J.L., Sollott S.J. Reactive oxygen species (ROS)-induced ROS release: a new phenomenon accompanying induction of the mitochondrial permeability transition in cardiac myocytes. J Exp Med. 2000; 192 (7): 1001–1014.

  23. Orrenius S., Nicotera P. The calcium ion and cell death. J Neural Transm Suppl. 1994; 43: 1–11. 

  24. Burg E.D., Remillard C.V., Yuan J.X. K+ channels in apoptosis. J Membr Biol. 2006; 209 (1): 3–20.

  25. Ferrera L., Barbieri R., Picco C., Zuccolini P., Remigante A., Bertelli S., Fumagalli M.R., Zifarelli G., La Porta C.A.M., Gavazzo P., Pusch M. TRPM2 Oxidation Activates Two Distinct Potassium Channels in Melanoma Cells through Intracellular Calcium Increase. Int J Mol Sci. 2021; 22 (16): 8359.

  26. Wolnicka-Glubisz A., Pawlak A., Insinska-Rak M., Zadlo A. Analysis of photoreactivity and phototoxicity of riboflavin's analogue 3MeTARF. J Photochem Photobiol B. 2020; 205: 111820.

  27. Kacar S., Hacioglu C., Kar F. Irradiated riboflavin over nonradiated one: Potent antimigratory, antiproliferative and cytotoxic effects on glioblastoma cells. J Cell Mol Med. 2024; 28 (8): e18288.

Received July 21, 2025; accepted January 29, 2026.

 

Information about the authors

Gil'mutdinova Aigul' Kamilovna, Research Assistant, S.P. Kapitsa Research Institute of Technology, Ulyanovsk State University. 432017, Russia, Ulyanovsk, L. Tolstoy St., 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: https://orcid.org/0000-0001-9937-8000

Yurova Elena Valerievna, Junior Researcher, S.P. Kapitsa Research Institute of Technology, Ulyanovsk State University. 432017, Russia, Ulyanovsk, L. Tolstoy St., 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: http://orcid.org/0000-0001-7484-2671

Khokhlova Anna Vyacheslavovna, Junior Researcher, Laboratory of Cellular and Molecular Biology, S.P. Kapitsa Research Institute of Technology, Ulyanovsk State University. 432017, Russia, Ulyanovsk, L. Tolstoy St., 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: https://orcid.org/0000-0002-3976-8805

Sugak Dmitriy Evgenievich, Junior Researcher, S.P. Kapitsa Research Institute of Technology, Ulyanovsk State University. 432017, Russia, Ulyanovsk, L. Tolstoy St., 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: https://orcid.org/0000-0002-3276-8976

Saenko Yuriy Vladimirovich, Doctor of Sciences (Biology), Leading Researcher, S.P. Kapitsa Research Institute of Technology, Ulyanovsk State University. 432017, Russia, Ulyanovsk, L. Tolstoy St., 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: http://orcid.org/0000-0002-4402-1482

 

For citation

Gil'mutdinova A.K., Yurova E.V., Khokhlova A.V., Sugak D.E., Saenko Yu.V. Fotodinamicheskoe vozdeystvie lazernogo izlucheniya s dlinoy volny 450 nm v kombinatsii s riboflavin-mononukleotidom na ionnyy gomeostaz i kletochnuyu gibel' kletok melanomy B16F10 in vitro [Photodynamic effect of 450 nm laser radiation combined with riboflavin mononucleotide on ion homeostasis and cell death of B16F10 melanoma cells in vitro]. Ul'yanovskiy mediko-biologicheskiy zhurnal. 2026; 1: 122–133. DOI: 10.34014/2227-1848-2026-1-122-133.

 

Скачать статью

УДК 616-006.81:615.849.19

DOI 10.34014/2227-1848-2026-1-122-133

ФОТОДИНАМИЧЕСКОЕ ВОЗДЕЙСТВИЕ ЛАЗЕРНОГО ИЗЛУЧЕНИЯ С ДЛИНОЙ ВОЛНЫ 450 НМ В КОМБИНАЦИИ С РИБОФЛАВИН-МОНОНУКЛЕОТИДОМ НА ИОННЫЙ ГОМЕОСТАЗ И КЛЕТОЧНУЮ ГИБЕЛЬ КЛЕТОК МЕЛАНОМЫ B16F10 IN VITRO

А.К. Гильмутдинова, Е.В. Юрова, А.В. Хохлова, Д.Е. Сугак, Ю.В. Саенко

ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный университет», г. Ульяновск, Россия

 

Меланома кожи относится к числу наиболее агрессивных злокачественных новообразований, характеризующихся высоким метастатическим потенциалом и устойчивостью к химио- и радиотерапии. Фотодинамическая терапия (ФДТ) считается эффективным локальным методом лечения поверхностных форм меланомы благодаря ее способности индуцировать селективную клеточную гибель с минимальным повреждением окружающих тканей. В качестве потенциального фотосенсибилизатора для ФДТ в последнее время все чаще рассматривается рибофлавин, отличающийся природным происхождением и низкой токсичностью.

Цель – оценить влияние лазерного излучения с длиной волны 450 нм и рибофлавина, а также их сочетанного применения на внутриклеточную концентрацию ионов натрия, калия и кальция, а также на клеточную гибель в культуре клеток меланомы B16F10.

Материалы и методы. Клетки меланомы B16F10 инкубировали с рибофлавином и подвергали воздействию лазерного излучения (450 нм, 4,2 Дж/см2). Оценку внутриклеточной концентрации ионов натрия, калия и кальция, а также уровней апоптоза и некроза проводили с использованием флуоресцентной микроскопии с применением ион-селективных красителей, красителей Yo-PRO и пропидия йодида. Количественный анализ выполняли на основе скорректированной интегральной флуоресценции клеток.

Результаты. Лазерное излучение и рибофлавин по отдельности вызывали умеренные изменения ионного гомеостаза и показателей клеточной гибели. Комбинированное фотодинамическое воздействие приводило к выраженному нарушению ионного баланса, характеризующемуся повышением внутриклеточной концентрации Na⁺ и Ca²⁺ и снижением уровня K⁺, а также к достоверному увеличению числа флуоресцентных маркеров апоптоза и некроза, особенно через 3 ч после воздействия.

Ключевые слова: фотодинамическая терапия, меланома, лазерное излучение, апоптоз, некроз, активные формы кислорода, ионный гомеостаз, калий, натрий, кальций.

 

Работа выполнена при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (проект № FEUF-2025-0001 (125041105147-5)).

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Вклад авторов

Концепция и дизайн исследования: Саенко Ю.В., Гильмутдинова А.К.

Участие в исследовании, обработка материала: Гильмутдинова А.К., Юрова Е.В., Хохлова А.В., Сугак Д.Е.

Статистическая обработка данных: Гильмутдинова А.К., Юрова Е.В.

Анализ и интерпретация данных: Гильмутдинова А.К.

Написание и редактирование текста: Гильмутдинова А.К., Саенко Ю.В.

 

Литература

  1. Schadendorf D., van Akkooi A.C.J., Berking C., Griewank K.G., Gutzmer R., Hauschild A., Stang A., Roesch A., Ugurel S. Melanoma. Lancet. 2018; 392 (10151): 971–984.

  2. Dolmans D.E., Fukumura D., Jain R.K. Photodynamic therapy for cancer. Nat Rev Cancer. 2003; 3 (5): 380–387.

  3. Agostinis P., Berg K., Cengel K.A., Foster T.H., Girotti A.W., Gollnick S.O., Hahn S.M., Hamblin M.R., Juzeniene A., Kessel D., Korbelik M., Moan J., Mroz P., Nowis D., Piette J., Wilson B.C., Golab J. Photodynamic therapy of cancer: an update. CA Cancer J Clin. 2011; 61 (4): 250–281.

  4. Insińska-Rak M., Sikorski M., Wolnicka-Glubisz A. Riboflavin and its derivatives as potential photosensitizers. Cells. 2023; 12 (18): 2304.

  5. Abdelwahab S.F., Hassan M.A. Riboflavin-mediated phototoxicity in melanoma: Mechanisms and applications. Photodiagnosis Photodyn Ther. 2015; 12 (2): 239–245.

  6. Akasov R.A., Sholina N.V., Khochenkov D.A., Alova A.V., Gorelkin P.V., Erofeev A.S., Generalova A.N., Khaydukov E.V. Photodynamic therapy of melanoma by blue-light photoactivation of flavin mononucleotide. Sci Rep. 2019; 9 (1): 9679.

  7. Becker A., Sauer M., Hagen R., Ernst H. Blue light inhibits proliferation of melanoma cells. Proc. SPIE 9695. Mechanisms and Techniques in Photodynamic Therapy and Photobiomodulation XXV. 2016; 9695: 96950.

  8. Nishio T., Kishi R., Sato K., Sato K. Blue light exposure enhances oxidative stress, causes DNA damage, and induces apoptosis signaling in B16F1 melanoma cells. Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen. 2022; 883-884: 503562. 

  9. Bortner C.D., Cidlowski J.A. Ion channels and apoptosis in cancer. Biochim Biophys Acta. 2014; 1843 (10): 2496–2506.

  10. Orrenius S., Zhivotovsky B., Nicotera P. Regulation of cell death: the calcium–apoptosis link. Nat Rev Mol Cell Biol. 2003; 4 (7): 552–565.

  11. Szewczyk A. Mitochondrial ion channels and cancer cell death. J Bioenerg Biomembr. 2010; 42 (2): 165–172.

  12. Vanden Berghe T., Vanlangenakker N., Parthoens E., Deckers W., Devos M., Festjens N., Guerin C.J., Brunk U.T., Declercq W., Vandenabeele P. Necroptosis, necrosis and secondary necrosis converge on similar cellular disintegration features. Cell Death Differ. 2010; 17 (6): 922–930.

  13. Sparsa A., Faucher K., Sol V., Durox H., Boulinguez S., Doffoel-Hantz V., Calliste C.A., Cook-Moreau J., Krausz P., Sturtz F.G., Bedane C., Jauberteau-Marchan M.O., Ratinaud M.H., Bonnetblanc J.M. Blue light is phototoxic for B16F10 murine melanoma and bovine endothelial cell lines by direct cytocidal effect. Anticancer Res. 2010; 30 (1): 143–147.

  14. Insińska-Rak M., Sikorski M., Wolnicka-Glubisz A. Riboflavin and its derivatives as potential photosensitizers. Cells. 2023; 12 (18): 2304.

  15. Sato K., Minai Y., Watanabe H. Effect of monochromatic visible light on intracellular superoxide anion production and mitochondrial membrane potential of B16F1 and B16F10 murine melanoma cells. Cell Biol Int. 2013; 37 (6): 633–637.

  16. Hockberger P.E., Skimina T.A., Centonze V.E., Lavin C., Chu S., Dadras S., Reddy J.K., White J.G. Activation of flavin-containing oxidases underlies light-induced production of H2O2 in mammalian cells. Proc Natl Acad Sci USA. 1999; 96 (11): 6255–6260.

  17. Purbhoo-Makan M., Houreld N.N., Enwemeka C.S. The Effects of Blue Light on Human Fibroblasts and Diabetic Wound Healing. Life (Basel). 2022; 12 (9): 1431.

  18. Orrenius S., Zhivotovsky B., Nicotera P. Regulation of cell death: the calcium–apoptosis link. Nat Rev Mol Cell Biol. 2003; 4 (7): 552–565.

  19. Stark G. Functional consequences of oxidative membrane damage. J Membr Biol. 2005; 205 (1): 1–16.

  20. Oh P.S., Na K.S., Hwang H., Jeong H.S., Lim S., Sohn M.H.., Jeong HJ. Effect of blue light emitting diodes on melanoma cells: involvement of apoptotic signaling. J Photochem Photobiol B. 2015; 142: 197–203.

  21. Chen Z., Li W., Hu X., Liu M. Irradiance plays a significant role in photobiomodulation of B16F10 melanoma cells by increasing reactive oxygen species and inhibiting mitochondrial function. Biomed Opt Express. 2019; 11 (1): 27–39.

  22. Zorov D.B., Filburn C.R., Klotz L.O., Zweier J.L., Sollott S.J. Reactive oxygen species (ROS)-induced ROS release: a new phenomenon accompanying induction of the mitochondrial permeability transition in cardiac myocytes. J Exp Med. 2000; 192 (7): 1001–1014.

  23. Orrenius S., Nicotera P. The calcium ion and cell death. J Neural Transm Suppl. 1994; 43: 1–11. 

  24. Burg E.D., Remillard C.V., Yuan J.X. K+ channels in apoptosis. J Membr Biol. 2006; 209 (1): 3–20.

  25. Ferrera L., Barbieri R., Picco C., Zuccolini P., Remigante A., Bertelli S., Fumagalli M.R., Zifarelli G., La Porta C.A.M., Gavazzo P., Pusch M. TRPM2 Oxidation Activates Two Distinct Potassium Channels in Melanoma Cells through Intracellular Calcium Increase. Int J Mol Sci. 2021; 22 (16): 8359.

  26. Wolnicka-Glubisz A., Pawlak A., Insinska-Rak M., Zadlo A. Analysis of photoreactivity and phototoxicity of riboflavin's analogue 3MeTARF. J Photochem Photobiol B. 2020; 205: 111820.

  27. Kacar S., Hacioglu C., Kar F. Irradiated riboflavin over nonradiated one: Potent antimigratory, antiproliferative and cytotoxic effects on glioblastoma cells. J Cell Mol Med. 2024; 28 (8): e18288.

Поступила в редакцию 21.07.2025; принята 29.01.2026.

 

Авторский коллектив

Гильмутдинова Айгуль Камиловна – стажер-исследователь лаборатории НИТИ им. С.П. Капицы, ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный университет». 432017, Россия, г. Ульяновск, ул. Л. Толстого, 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: https://orcid.org/0000-0001-9937-8000

Юрова Елена Валерьевна – младший научный сотрудник НИТИ им. С.П. Капицы, ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный университет». 432017, Россия, г. Ульяновск, ул. Л. Толстого, 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: http://orcid.org/0000-0001-7484-2671

Хохлова Анна Вячеславовна – младший научный сотрудник лаборатории клеточной и молекулярной биологии НИТИ им. С.П. Капицы, ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный университет». 432017, Россия, г. Ульяновск, ул. Л. Толстого, 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: https://orcid.org/0000-0002-3976-8805

Сугак Дмитрий Евгеньевич – младший научный сотрудник НИТИ им. С.П. Капицы, ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный университет». 432017, Россия, г. Ульяновск, ул. Л. Толстого, 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: https://orcid.org/0000-0002-3276-8976

Саенко Юрий Владимирович – доктор биологических наук, ведущий научный сотрудник НИТИ им. С.П. Капицы, ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный университет». 432017, Россия, г. Ульяновск, ул. Л. Толстого, 42; e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it., ORCID ID: http://orcid.org/0000-0002-4402- 1482

 

Образец цитирования

Гильмутдинова А.К., Юрова Е.В., Хохлова А.В., Сугак Д.Е., Саенко Ю.В. Фотодинамическое воздействие лазерного излучения с длиной волны 450 нм в комбинации с рибофлавин-мононуклеотидом на ионный гомеостаз и клеточную гибель клеток меланомы B16F10 in vitro. Ульяновский медико-биологический журнал. 2026; 1: 122–133. DOI: 10.34014/2227-1848-2026-1-122-133.